Rôle des récepteurs CB1 des ganglions de la base dans les comportements adaptatifs et locomoteurs

Les comportements adaptatifs consistent en des actions et des réactions qui reflètent des réponses spontanées ou apprises qui maximisent les chances de survie. Les organismes peuvent adopter des stratégies défensives actives (par exemple, la fuite) ou passives (par exemple, le « congélation ») pour réagir en conséquence et l’équilibre entre ces réponses peut être défini comme l’équilibre actif-passif. Étant donné le rôle récemment découvert du système endocannabinoïde dans les comportements d’adaptation à la peur, cette proposition élucidera l’implication des récepteurs CB1 dans le contrôle de l’équilibre actif-passif des réponses adaptatives. Si l’activation des récepteurs CB1 entraîne généralement l’inhibition du circuit, il est possible qu’ils soient nécessaires lorsque des réponses actives ou passives sont exécutées. Notre nouvelle hypothèse est que les récepteurs CB1 striataux sont des modulateurs neuronaux clés dans l’exécution de différentes réponses comportementales adaptatives, représentant des commutateurs critiques entre des stratégies d’adaptation distinctes et sous-jacentes à plusieurs troubles psychiatriques. Pour ce faire, nous exposerons des souris dépourvues de récepteurs CB1 dans des régions cérébrales spécifiques à des situations menaçantes imitant le danger dans leur environnement naturel et nous utiliserons des outils moléculaires et comportementaux de pointe pour caractériser les mécanismes sous-jacents médiés par les récepteurs CB1.

Le récepteur CB1 est la cible endogène des molécules psycho-actives du cannabis. Au niveau endogène, ce récepteur est activé par des molécules lipidiques (endocannabinoïdes) qui jouent un rôle crucial dans les mécanismes de protection et régénération neuronale. De plus, l’administration de drogues dérivées du cannabis a été suggérée comme un outil thérapeutique pour plusieurs maladies du système nerveux central et des ganglions de la base. Ce projet nous aidera à mieux comprendre le mécanisme physiologique par lequel les cannabinoïdes régulent l’activité de ce circuit neuronal et vise donc au développement d’outils thérapeutiques pour les troubles associés à un comportement inadapté, y compris les maladies neurodégénératives et neuropsychiatriques.

Les injections intra-péritonéales (i.p) se font dans quelques procédures. Cette technique se caractérise par l’injection de substances dans la cavité intrapéritonéale de la région abdominale de l’animal et dure environ 20 secondes (effectuée par une personne expérimentée). Pour la chirurgie et l’injection d’un virus (durée 45 minutes environ), les animaux seront placés dans une boîte contenant de l’anesthésique pour l’induction d’une anesthésie générale. Après tous les soins analgésiques systémiques et locaux, les animaux seront placés dans un appareil stéréotaxique (avec un débit d’anesthésie constant) et une craniotomie sera pratiquée afin d’injecter le virus dans le cerveau à l’aide d’une seringue fixée à une micropompe. Dans le cas de l’implantation d’une fibre optique en verre pour l’enregistrement de l’activité neuronale, une fibre optique sera implantée après craniotomie et injection de virus (durée 60 minutes environ). Certains animaux seront soumis à une autre chirurgie pour l’implantation d’un dispositif télémétrique dans l’abdomen afin d’évaluer les réponses physiologiques associées. Cette intervention ne devrait pas entraîner de complications post-opératoires majeures. Après la chirurgie, les animaux seront placés dans une armoire chauffante (30°C) pendant environ 30 min, puis remis dans leur cage d’hébergement avec de la nourriture humide placée à l’intérieur. Un suivi sera assuré tous les jours pendant 5 jours puis tous les deux jours pendant 1 semaine puis toutes les semaines. Les animaux recevront également un traitement analgésique par injection sous-cutanée une fois toutes les 24 heures pendant 3 jours après la chirurgie. Trois à quatre semaines aprés les chirurgies, les souris seront soumises à des tests comportamentaux afin d’évaluer leurs réponses défensives ainsi que leur locomotion (durée totale de 5-30 minutes).

Il n’y a pas de risque majeur lié à l’acte chirurgical et la douleur associée est traitée par une anesthésie appropriée et des analgésiques. Il n’y a pas de signe perceptible des douleurs après l’opération, durant la récuperation et lieés au procedures d’injection. Un stress mineur est attendu compte tenu des tests comportementaux utilisés. Néanmoins, il y a des points limites bien décrit dans les procédures. Le taux d’apparition des signes d’infection de la plaie suite à la chirurgie est très faible.

Tous les animaux seront mis à mort à la fin des toutes les procédures pour prélèvement des cerveaux pour analyses.

A ce jour, l’étendue des connaissances concernant l’organisation des circuits neuronaux conservés chez les mammifères y compris l’homme et surtout leur plasticité ne permet pas la conception et la mise en place de simulations numériques fiables qui pourraient permettre d’étudier les changements qui se mettent en place. De plus, l’usage des invertébrés qui possèdent un système nerveux complètement différent serait inapproprié. Dans ce contexte il demeure nécessaire d’avoir recours à l’expérimentation animale.

Les animaux utilisés dans chacun des groupes expérimentaux n’excèderont pas 14 animaux, c’est à dire le nombre minimal d’échantillons permettant l’application de tests statistiques classiques dans le domaine et aussi décrit dans la literature scientifique sur le sujet. Au regard du faible nombre d’individu par groupes expérimentaux, les analyses statistiques basées sur des tests non paramétriques seront privilégiées par rapport aux tests paramétriques. De cette facon, les nombres prévus permettent de garantir une bonne interprétation des résultats. Néanmoins, si l’expérience démontre que les échantillons peuvent être réduits, ils le seront en conséquence.

Un protocole de surveillance et un suivi quotidien et rigoureux seront mis en place par l’experimentateur et le personnel zootechnicien. En cas de blessure légère, un protocole de soins et désinfection sera mis en place (antiseptique topique et antiinflammatoire systémique) jusqu’à la guérison. En cas d’atteinte du point limite terminal, l’animal sera mis à mort. Pour les traitments pharmacologiques, les injections IP sont bien maitrisées dans le laboratoire et ils n’induisent pas de mal-être chez l’animal. En plus les produits utilisés (et leurs doses) sont bien tolérés chez les animaux. Les souris seront néanmoins bien observées à la suite des injections, par un personnel qualifié ainsi que par l’expérimentateur, et ce, afin que des mesures d’analgésie et de bien-être soient prises immédiatement si nécessaires. Pour certaines experiences de comportement moteur, les souris seront isolées pedant 7 jours avant injection. Toutes les mesures afin de reduire l’impact de ce type d’hébergement seront mise en place (congénères à proximité et enrichissement approprié). Les animaux seront hébergés dans des cages collectives avant et après manipulation, sauf pour certaines experience de comportement moteur nécessitant une semaine d’isolement. Les souris seront hébergées avec un milieu enrichi (matériel de nidification en coton et 2 tunnels par cage), dans des conditions optimales de température, humidité et lumière pour les souris. Les souris seront observées quotidiennement par un personnel qualifié ainsi que par des expérimentateurs, formés selon la règlementation en vigueur et ce, afin que des mesures d’analgésie et de bien-être soient prises immédiatement si nécessaires. La mise en place des points limites repose sur une évaluation de l’état général et du comportement des animaux comme expliqué dans la procédure. Toutes les procédures chirurgicales, pré- et post-opératoire, prévoient aussi l’utilisation d’analgésiques pour la prise en charge de la douleur. Elles seront effectuées par des experimentateurs formés à la chirurgie chez les rongeurs, selon la règlementation en vigueur.

A ce jour, l’étendue des connaissances concernant l’organisation des circuits neuronaux conservés chez les mammifères y compris l’homme et surtout leur plasticité ne permet pas la conception et la mise en place de simulations numériques fiables qui pourraient permettre d’étudier les changements qui se mettent en place. De plus, l’usage des invertébrés qui possèdent un système nerveux complètement différent serait inapproprié. Dans ce contexte il demeure nécessaire d’avoir recours à l’expérimentation animale. La souris représente le modèle idéal pour ces trois raisons : 1) Possibilité d’étudier des mutants pour une protéine donnée (ici le récepteur CB1), 2) Pour une reproductibilité et comparaison avec les résultats obtenus dans le laboratoire auparavant et la communauté scientifique plus large. 3) Les infrastructures sont équipées pour être destinées à l’étude des rongeurs. L’age des animaux sera de 8-16 semaines car les protocoles que nous avons établis seront développés à l’âge adulte des souris en évitant les problèmes de développement et la variabilité associée. Cela nous permettra également de comparer avec d’autres études sur le domaine.